Ferroptosis, Apoptosis, Necroptosis, Autophagy

https://www.nature.com/articles/cdd2015158

Ferroptosis: process and function

2016

Table 1 The main morphological, biochemical, and immune features and core regulators of ferroptosis, apoptosis, necroptosis, and autophagy

 

TypeMorphological features  Biochemical features    Immune features                                   Core regulators

Ferroptosis	Cell membrane: lack of rupture and blebbing of the plasma membrane; rounding-up of the cell Cytoplasm: small mitochondria with condensed mitochondrial membrane densities, reduction or vanishing of mitochondria crista, as well as outer mitochondrial membrane rupture Nucleus: normal nuclear size and lack of chromatin condensation	Iron and ROS accumulation Activation of MAPKs Inhibition of system Xc− with decreased cystine uptake GSH depletion and increased NAPDH oxidation Release of arachidonic acid mediators (e.g., 11-HETE and 15-HETE) Δψm dissipation	Pro-inflammatory due to release of DAMPs (e.g., HMGB1)	Positive  • VDAC2/3  • Ras  • NOX  • TFR1  • p53  • CARS Negative  • GPX4  • SLC7A11  • HSPB1  • NRF2
Apoptosis	Cell membrane: plasma membrane blebbing; rounding-up of the cell Cytoplasm: retraction of pseudopods; reduction of cellular volume Nucleus: reduction of nuclear volume; nuclear fragmentation; chromatin condensation	Activation of caspases Oligonucleosomal DNA fragmentation Δψm dissipation PS exposure	Often anti-inflammatory and immune silent In some cases, eliciting an immune response due to exposure and release of DAMPs (e.g., histone, DNA and HMGB1)	Positive  • p53  • Bax  • Bak  • Other pro-apoptotic Bcl-2 family proteins Negative  • Bcl-2  • Bcl-XL  • Other anti-apoptotic Bcl-2 family proteins
Necroptosis	Cell membrane: rupture of plasma membrane Cytoplasm: cytoplasmic swelling (oncosis); swelling of cytoplasmic organelles Nucleus: moderate chromatin condensation	Drop in ATP levels Activation of RIP1, RIP3, and MLKL Release of DAMPs (e.g., HMGB1) PARP1 hyperactivation	Most often pro-inflammatory due to release of DAMPs (e.g., HMGB1) In some cases, anti-inflammatory	Positive  • RIP1  • RIP3  • MLKL
Autophagy	Cell membrane: lack of change Cytoplasm: accumulation of double-membraned autophagic vacuoles Nucleus: lack of chromatin condensation	LC3-I to LC3-II conversion Substrate (e.g., p62) degradation	Most often anti-inflammatory due to inhibition of inflammasome activation In some cases, pro-inflammatory due to mediation of non-classical secretion of cytokines	Positive  • ATG5  • ATG7  • Beclin 1  • Other ATG family proteins

표 1 ferroptosis, apoptosis, necroptosis 및 autophagy의 주요 형태학적, 생화학적 및 면역 기능과 핵심 조절인자

 

유형형태적 특징                                          생화학적 특징                       면역 기능핵심            레귤레이터

페롭토시스	세포막: 원형질막의 파열 및 수포의 결여; 세포의 주름? 세포질: 미토콘드리아 막 밀도가 응축된 작은 미토콘드리아, 미토콘드리아 크리스타의 감소 또는 소실, 미토콘드리아 외부 막 파열 핵: 정상 핵 크기 및 염색질 응축 부족	철 및 ROS 축적 MAPKs 활성화 시스템 X의 억제 C - 로 감소 시스틴 흡수 GSH 고갈 NAPDH 산화 증가 아라키돈 산 매개체의 릴리스 (예를 들어, 11-HETE 15-HETE) Δ ψ m 소산	DAMP(예: HMGB1)의 방출로 인한 전염증	양성  • VDAC2/3  • Ras  • NOX  • TFR1  • p53  • CARS 음성  • GPX4  • SLC7A11  • HSPB1  • NRF2
아폽토시스	세포막: 원형질막 수포; 세포의 반올림 세포질: 위족의 후퇴; 세포 부피의 감소 핵: 핵 부피의 감소; 핵 분열; 염색질 응축	카스파제 활성화 올리고 뉴클레오 솜 DNA 단편화 Δ ψ m 소산 PS 노출	종종 항염증 및 면역 침묵 어떤 경우에는 DAMP(예: 히스톤, DNA 및 HMGB1)의 노출 및 방출로 인해 면역 반응을 유발합니다.	양성  • p53  • Bax  • Bak  • 기타 세포자멸사 촉진 Bcl-2 계열 단백질 음성  • Bcl-2  • Bcl-XL  • 기타 항세포자멸사 Bcl-2 계열 단백질
괴사	세포막: 원형질막 파열 세포질: 세포질 팽창(종양증); 세포질 소기관의 팽창 핵: 중간 정도의 염색질 응축	ATP 수준의 저하 RIP1, RIP3 및 MLKL 의 활성화 DAMP(예: HMGB1)의 방출 PARP1 과활성화	대부분의 경우 DAMP(예: HMGB1)의 방출로 인한 전염증성 어떤 경우에는 항염증제	포지티브  • RIP1  • RIP3  • MLKL
자가포식	세포막: 변화 없음 세포질: 이중막 자가포식 액포 축적 핵: 염색질 응축 부족	LC3-I에서 LC3-II로의 전환 기질(예: p62) 분해	대부분 inflammasome 활성화 억제로 인한 항염증 , 경우에 따라 cytokine의 비고전적 분비 매개로 인한 pro-inflammatory	양성  • ATG5  • ATG7  • 베클린 1  • 기타 ATG 계열 단백질

 

 

 

Ferroptosis는 조절된 세포 사멸의 최근 인식된 형태입니다. 

그것은 형태학적으로 미토콘드리아 막 밀도가 응축된 정상 미토콘드리아보다 작은 존재, 미토콘드리아 크리스타의 감소 또는 소실, 미토콘드리아 외부 막 파열이 특징입니다. 

이는 암세포 및 특정 정상 세포(예: 신장 세뇨관 세포, 뉴런, 섬유아세포 및 T 세포)에서 실험 화합물(예: 에라스틴, Ras 선택적 치사 소분자 3 및 부티오닌 설폭시민) 또는 임상 약물(예: 설파살라진, 소라페닙 및 아르테수네이트)에 의해 유도될 수 있습니다. . 

미토콘드리아 전압 의존성 음이온 채널 및 미토겐 활성화 단백질 키나제의 활성화, 소포체 스트레스의 상향 조절 및 시스틴/글루타메이트 항포터의 억제가 페로프토시스 유도에 관여합니다. 

이 과정은 철 대사로부터 유도된 지질 과산화 생성물 및 치명적인 활성 산소 종(ROS)의 축적을 특징으로 하며 철 킬레이트제(예: 데페록사민 및 데스페리옥사민 메실레이트) 및 지질 과산화 억제제(예: 페로스타틴, 립록스타틴, 및 질류톤). Glutathione peroxidase 4, heat shock protein beta-1, and nuclear factor erythroid 2-related factor 2 는 각각 ROS 생성을 제한하고 세포 철 흡수를 감소시켜 페로프토시스의 음성 조절인자로 기능합니다. 

대조적으로, NADPH 산화효소 및 p53(특히 아세틸화-결함 돌연변이체 p53)은 각각 ROS 생성을 촉진하고 SLC7A11(시스틴/글루타메이트 항포터의 특정 경쇄 소단위)의 발현을 억제함으로써 페로프토시스의 양성 조절자로서 작용합니다. 

잘못 조절된 ferroptosis는 암세포 사멸, 신경독성, 신경퇴행성 질환, 급성 신부전, 약물 유발 간독성, 간 및 심장 허혈/재관류 손상, T 세포 면역을 포함한 여러 생리학적 및 병리학적 과정에 연루되어 있습니다. 

• Ferroptosis는 조절된 세포 사멸(RCD)의 철 및 ROS 의존적 형태입니다.
• Ferroptosis는 형태학적, 생화학적 및 유전적 수준에서 다른 형태의 RCD와 구별됩니다.
• 여러 분자(예: VDAC2/3, 글루타티온 과산화효소(GPX4), 열충격 단백질 베타-1(HSPB1), 핵인자 E2 관련 인자 2(NRF2), NADPH 산화효소(NOX), p53 및 SLC7A11)는 철 대사 및 지질 과산화를 직간접적으로 표적화합니다.
• 잘못 조절된 ferroptosis는 암세포 사멸, 조직 손상 및 T 세포 면역과 같은 여러 생리학적 및 병리학적 과정과 관련이 있습니다.

열린 질문

• 철 의존성 ROS 대사의 다운스트림 신호 전달 또는 실행자는 다른 유형의 RCD에서 ferroptosis를 어떻게 식별하고 구별합니까?
• ferroptosis 신호 경로의 네트워크를 제어하는 ​​것은 무엇입니까?
• ferroptosis와 다른 유형의 RCD 사이의 교차 조절을 설명하는 것은 무엇입니까?
• 미토콘드리아 역학과 소포체(ER) 스트레스 요인이 페로프토시스에 어떤 영향을 미칩니까?
• 인간 질병에서 ferroptosis의 구체적인 역할은 무엇입니까?

Ferroptosis는 Brent R Stockwell 박사의 연구실에서 2012년에 최근에 만든 RCD의 한 형태에 대한 용어입니다.

그들의 원래 연구에 따르면 ferroptosis는 형태학적, 생화학적 및 유전적 수준에서 apoptosis, necroptosis 및 autophagic 세포 사멸과 같은 다른 유형의 RCD와 현저하게 다릅니다( 표 1 ). 

ferroptosis의 여러 유도제 및 억제제가 지질 과산화 산물 및 철 대사에서 파생된 치명적인 활성 산소 종(ROS)의 축적에 영향을 미치는 것으로 확인되었습니다( 표 2 ). 

ferroptosis 의 분자 메커니즘과 신호 전달 경로( 그림 1 )를 이해하면 인간 질병에서 세포 생존과 죽음을 조절하는 새로운 진단 및 치료 접근 방식을 제공할 수 있습니다.

Table 2 Small molecules and drugs that interfere with ferroptosis

CompoundTargetEffectMolecular weight (MW)FormulaWork concentrationTest cellsTest animalsRefs

Erastin	VDAC2/3 and system Xc−	Induce ferroptosis	547.04	C30H31ClN4O4	9 μM	BJeLR
					0.1–10 μM	HT1080
					2.5–20 μM	Calu-1
					6.25 μM	A-673
					NA	Hela
					0.01–100 μM	143B p0 and p+ cell
					1 μM	Jurkat T cells
					0.1–10 μM	Wild-type and Bax/Bak DKO MEFs
					0.5–2 μM	U2OS
					5 μM	DU-145
RSL3	GPX4	Induce ferroptosis	NA	NA	0.5 μg/ml	BJeLR
					0.5–1.5 μg/ml	HT1080
					0.001–10 μg/ml	A549, Calu-1, HCT116, MIA PaCa-2
					4 μM	KBM7
DPI7	GPX4	Induce ferroptosis	477.40	C23H22CI2N2O3S	9 μM	KBM7
Buthioninesulfoximine	GSH depletion	Induce ferroptosis	222.305	C8H18N2O3S	100 μM	BJeLR
					2.5 mM	HCT116/A549
Acetaminophen	GSH depletion	Induce ferroptosis	151.163	C8H9NO2	0~25 mM	HepG2/primary mouse hepatocytes
Sulfasalazine	System Xc−	Induce ferroptosis	398.394	C18H14N4O5S	1 mM	BJeLR/HT1080
					500 μM	HT1080/Calu-1
					10−5.5–10−2.5μM	DU-145
Sorafenib	System Xc−	Induce ferroptosis	464.825	C21H16ClF3N4O3	10 μM	HT1080/Calu-1
					10−5.5–10−2.5μM	DU-145
					2, 5, 10 μM	Huh7
					30 mg/kg		Nude mice
					10 μM	ACHN cells
Artesunate	N/A	Induce ferroptosis	384.421	C19H28O8	50 μM	PDAC cell lines
Lanperisone	System Xc−	Induce ferroptosis	285.305	C15H18F3NO	1–40 μM	K-ras G12D-transfor med MEFs.
					40 mg/kg		Nude mice
Piperazine erastin	VDACs and system Xc−	Induce ferroptosis	645.19	C35H41ClN6O4	40 mg/kg		Nude mice
					NA	BJeLR
1 S,3 R-RSL3	GPX4	Induce ferroptosis	440.1139	C23H21ClN2O5	100 mg/kg		Nude mice
					0.1–10 μM	BJeLR
Trolox	Lipophilic antioxidants	Inhibit ferroptosis	250.29	C14H18O4	50 μM	HT1080/PUFA-oxidation-induced death model on S. cerevisiae
					50 μM/200 μM	Wild-type and Bax/Bak DKO MEFs
					320 μM	HT1080, Calu-1 BJeLR
Cycloheximide	Protein synthesis	Inhibit ferroptosis	281.35	C15H23NO4	5 μM	HT1080, Calu-1 BJeLR
					10 μM	Wild-type and Bax/Bak DKO MEFs
Ebselen	Oxidative pathway (glutathione peroxidase mimetic)	Inhibit ferroptosis	274.17666	C13H9NOSe	5 μM	HT1080, Calu-1 BJeLR
					30 μM	GPX4-deficient T cells
Aminooxyacetic acid	Fatty-acid synthesis	Inhibit ferroptosis	91.066	C2H5NO3	2 mM	HT1080, BJeLR
β-mercaptoethanol	Cystine uptake	Inhibit ferroptosis	78.133	C2H6SO	50 μM	HT1080
Ciclopirox olamine	Intracellular iron	Inhibit ferroptosis	207.269	C12H17NO2	5 μM	HT1080	OHSC
					10 μM
Diphenyleneiodonium	NOX	Inhibit ferroptosis	314.6	C12H8I	0.5 μM	HT1080/Calu-1
GKT137831	NOX1/4	Inhibit ferroptosis	394.86	C21H19ClN4O2	20 μM	HT1080/Calu-1
6-aminonicotinamde	NADPH-generating pentose phosphate pathway	Inhibit ferroptosis	137.14	C6H7N3O	200 μM	HT1080/Calu-1/BJeLR
Butylated hydroxyltoluene	Oxidative pathway	Inhibit ferroptosis	220.35	C15H24O	400 μM	HT1080/BReLR
α-tocopherol (vitamin E)	Oxidative pathway	Inhibit ferroptosis	430.71	C29H50O2	44 μM 100 μM	BReLR
					10 mg/kg~500 mg/kg		GPX4-deficient T-cell mice
β-carotene	Oxidative pathway	Inhibit ferroptosis	536.87	C40H56	0.2 μM	BJeLR
Glutathione	Oxidative pathway	Inhibit ferroptosis	307.32	C10H17N3O6S	5 mM	HT1080
N-acetylcysteine	Oxidative pathway	Inhibit ferroptosis	163.195	C5H9NO3S	1 mM	HT1080
2,2-bipyridyl	Intracellular iron	Inhibit ferroptosis	156.18	C10H8N2	100 μM	Wild-type and Bax/Bak DKO MEFs
Deferoxamine mesylate	Intracellular iron	Inhibit ferroptosis	656.8	C25H48N6O8•CH4O3S	150 μM	BJeLR
Deferoxamine	Fenton reaction	Inhibit ferroptosis	560.68	C25H48N6O8	100 μM/400 μM	Wild-type and Bax/Bak DKO MEFs, HT1080/Calu-1
SU6656	SRC kinase	Inhibit ferroptosis	371.45	C19H21N3O3S	50 μM	HT1080
U0126	MEK1/2	Inhibit ferroptosis	380.49	C18H16N6S2	5 μM/10 μM	Wild-type and Bax/Bak DKO MEFs/HT1080
Ferrostatin-1	ROS from lipid peroxidation	Inhibit ferroptosis	262.35	C15H22N2O2	0.5 μM/1 μM/5 μM	HT1080
					2 μM	OHSC
					1 nM-1 μM	Rat corticostriatal brain slice
					100 nM	PVL model
					100 nM-2 μM	AKI model
					10 μM	Huh7
Liproxstatin-1	ROS from lipid peroxidation	Inhibit ferroptosis	340.85	C19H21ClN4	100 nM	HRPTEpiCs
					50nm	GPX4−/− cells
					10 mg/kg		GPX4−/− mice
SSRS11-92	ROS from lipid peroxidation	Inhibit ferroptosis	NA	NA	1 nM-1 μM	HD model
					100 nM	PVL model
					1 μM	HT1080
SRS 16-86	ROS from lipid peroxidation	Inhibit ferroptosis	432.2525	C16H24N2O2	1 μM	HT1080/NIH 3T3
					NA		IRI mice model
Zileuton	5-LOX	Inhibit ferroptosis	236.291	C11H12N2O2S	1–100 μM	HT22
SB202190	p38	Inhibit ferroptosis	331.35	C20H14N3OF	10 μM	HL-60
SP600125	JNK	Inhibit ferroptosis	220.23	C14H8N2O	10 μM	HL-60
					30 μM	HD model

 

형태

페로프토시스에서 증가된 미토콘드리아 막 밀도 및 미토콘드리아 크리스타의 감소/소실이 있는 정상 미토콘드리아보다 작은 것이 관찰되었습니다. 외부 미토콘드리아 막 파열이 있습니다.

대조적으로, 핵의 구조적 완전성은 암세포에서 에라스틴 치료 후에도 유지됩니다. 이러한 형태학적 특징은 ferroptosis를 apoptosis, necroptosis 및 autophagy와 구별하는 데 도움이 됩니다( 표 1 ).

촉진제

에라스틴

에라스틴의 직접적인 분자 표적 중 하나는 미토콘드리아 전압 의존성 음이온 채널(VDAC)입니다( 그림 1c ).

에라스틴은 BJeLR 세포에서 VDAC2/3에 직접 결합할 수 있습니다. VDAC1이 아닌 VDAC2 및 VDAC3의 넉다운은 에라스틴 저항성으로 이어집니다.

또한, 에라스틴은 ER 스트레스 반응의 활성화와 함께 시스틴/글루타메이트 항포터 시스템 Xc- 활성(그림 1a)을 직접 억제함으로써 글루타티온(GSH) 수준을 감소시키는 능력이 있습니다

이 과정은 ferroptosis 동안 ROS 축적을 가속화할 수 있습니다.

RSL3 및 RSL5

부티오닌술폭시민

 

아세트 아미노펜

아세트아미노펜의 반응성 대사산물 은 GSH 고갈을 유발하고 간 손상을 증가시키는 N- 아세틸 -p- 벤조퀴논 이민 으로 확인되었습니다 ( 그림 1a ). 

FIN

ferroptosis 유도 화합물을 찾기 위한 대규모 스크리닝에서 일련의 소분자 유도제, 즉 ferroptosis-inducing agents(FIN)가 발견되었습니다.

이러한 추가 FIN 각각은 ROS를 생성하는 반면 BHT는 이러한 치명적인 ROS 유도 세포 사멸을 강력하게 억제합니다. GPX4의 특정 기질. 6 RSL3과 마찬가지로 이러한 FIN 화합물(클래스 II FIN)은 GSH 고갈 없이 GPX4 활성을 직접 억제합니다( 그림 1a ).

Lanperisone

Lanperisone은 근육 이완제로 개발된 톨페리손의 변형된 형태입니다. Lanperisone은 철 및 Ras/RAF/MEK/ERK 신호 전달을 통해 매개되는 ROS의 유도를 통해 K-Ras-돌연변이 마우스 배아 섬유아세포를 선택적으로 죽일 수 있습니다( 그림 1d ). 

생체 내 에서 lanperisone은 또한 폐암의 K-Ras 기반 마우스 모델에서 종양 성장에 대한 효능을 보여주었습니다. lanperisone에 의해 유도된 ROS 생성에 대한 정확한 메커니즘은 알려져 있지 않지만 예비 결과는 이것이 전압 개폐 이온 채널의 섭동을 통해 발생함을 시사합니다. 

설파살라진

설파살라진은 장, 관절 및 망막의 만성 염증을 치료하는 데 널리 사용됩니다. 

NF- κ B 신호 전달 경로 를 억제하는 것 외에도 설파살라진은 시스템 X c - 수송체를 억제합니다 ( 그림 1a ).

소라페닙

소라페닙은 간세포암종(HCC) 세포와 같은 특정 암세포에서 페로프토시스를 유도합니다.  

Rb(프로토타입 종양 억제 유전자)와 NRF2의 발현은 간세포암종에서 소라페닙에 의한 페로프토시스를 억제할 수 있었다. 페로프토시스에서 소라페닙의 기전과 작용은 시스템 X c - 기능 의 억제에 의존할  있지만 GPX4 활성에는 의존하지 않을 수 있습니다( 그림 1a ).

이 과정은 상향 조절된 ER 스트레스와 관련이 있습니다. 

아르테수네이트

Artesunate는 K-Ras 돌연변이 췌관 선암(PDAC) 세포주에서 ferroptosis를 선택적으로 유도하지만 인간 췌관 상피 세포 또는 야생형 K-Ras PDAC 세포에서는 유도하지 않습니다.

또 다른 연구에서는 아르테수네이트를 포함한 10가지 아르테미시닌 유도체가 수많은 철 관련 유전자 mRNA 수준을 변경하여 암세포의 세포 사멸에 기여한다는 것을 보여줍니다.

신호 전달 경로

철 대사와 지질 과산화 신호는 점차적으로 페로프토시스의 중심 매개체로 인식되고 있습니다.

또한, MAPK(mitogen-activated protein kinase) 경로의 활성화는 ferroptotic 암세포 사멸에 기여합니다.

철

과도한 철은 Fenton 반응에 의해 ROS를 생성하여 ferroptosis에 기여합니다( 그림 1a ). 

순환하는 철 은 트랜스페린과 결합하여 제2철(Fe 3+ ) 의 형태로 존재한다 . 

Fe 3+ 는 막 단백질 트랜스페린 수용체 1(TFR1)을 통해 세포로 유입된 다음 엔도솜에 위치합니다. 

엔도솜에서 Fe 3+ 는 STEAP3의 페리리덕타제 활성에 의해 철(Fe 2+ )로 환원됩니다. 

마지막으로, 2가 금속 수송체 1(DMT1, SLC11A2라고도 함)은 Fe 2+ 의 방출을 매개합니다.

엔도솜에서 세포질의 불안정한 철 풀로. 과잉 철은 페리틴 경쇄(FTL) 및 페리틴 중쇄 1(FTH1)을 포함하는 철 저장 단백질 복합체인 페리틴에 저장됩니다. 

철 방출은 Fe 2+ 를 Fe 3+ 로 산화시킬 수 있는 막 단백질 ferroportin(철 유출 펌프, SLC11A3이라고도 함)에 의해 매개됩니다 .

철의 흡수 및 이용에 관여하는 세포 시스템은 ferroptosis의 유도에 필요합니다.

ROS

ferroptosis 유도의 ROS 기원은 여러 출처를 포함할 수 있습니다( 그림 1c ). 

Fenton 반응에 의한 철 매개 ROS 생성 외에도 (NADPH) 의존성 지질 과산화 및 GSH 고갈도 ferroptosis의 유도에 중요합니다.

GSH 고갈에 의한 GPX4의 비활성화는 지질 과산화로 인한 ROS 생성 축적에 의한 페로프토시스를 유발합니다.

 

미토콘드리아 지방산 대사는 ferroptosis에 필요한 특정 지질 전구체를 제공합니다. 

특히 ACSF2와 CS는 페로프토시스에서 미토콘드리아 지방산 대사에 필요합니다. ACSF2 및 CS의 녹다운은 에라스틴 유도 페로프토시스를 억제합니다.

포도당 대사 외에도 지질 생성은 글루타민이 α- 케토글루타레이트로 전환되는 과정에서 생성될 수 있습니다 ( 그림 1c ). 

 

ROS는 지질막의 다중불포화지방산(PUFA)과 반응하여 지질 과산화를 유도할 수 있습니다. 

2개의 지질 대사 관련 유전자(lysophosphatidylcholine acyltransferase 3(LPCAT3) 및 acyl-CoA synthetase long-chain family member 4(ACSL4))가 RSL3- 및 DPI7(ML162로도 알려짐)을 촉진하지만 에라스틴에 의해 유도되지 않는 것으로 확인되었습니다.

ACSL4는 AA를 아실화하고 LPCAT3은 아실화된 AA를 막 인지질로 촉매합니다. 

따라서 ACSL4 및 LPCAT3의 억제는 막에 있는 많은 민감한 지방산의 산화를 감소시킬 수 있습니다. 

대조적으로, GPX4가 결핍된 세포는 AA가 있는 풍부한 산화막을 나타내며, 이는 페로프토시스에 기여합니다.

따라서 ferroptosis는 산화된 지질 매개체 방출과 관련된 미토콘드리아 외 지질 과산화에 의해 유발됩니다.

에라스틴 내성 DU-145 암세포를 사용한 또 다른 연구는 AKR1C1-3을 포함한 AKR1C 계열 유전자의 상향 조절이 페로프토시스 내성과 관련이 있음을 나타냅니다.

에라스틴 내성 DU-145 세포는 또한 설파살라진, 소라페닙 및 RSL3에 대한 내성을 나타내며, 이는 내성이 증가된 시스템 X c - 활성 으로 인한 것 같지 않음을 시사합니다 .

 

지방산 합성의 속도 제한 단계인 Acetyl-CoA carboxylase alpha(ACC1을 인코딩함)는 특정 세포의 ferroptosis에 필요하지 않은 것 같습니다.

 

AA 및 리놀렌산과 같은 PUFA는 리폭시게나제(LOX)의 기질입니다. 

MAPK

MAPK의 포유동물 패밀리는 주로 ERK, p38 및 c-Jun NH 2 - 말단 키나제(JNK)를 포함합니다. 

Ras/Raf/MEK/ERK 경로를 차단하면 Ras 돌연변이 암세포에서 에라스틴 유도 페로프토시스가 억제됩니다.

그러나 ERK가 아닌 JNK와 p38은 백혈병 세포에서 에라스틴에 의한 세포 사멸에 중요한 것으로 보입니다. 특정 MAPK 모듈과 관련된 ferroptotic 반응이 세포 유형에 따라 다를 수 있음을 나타냅니다( 그림 1d ).

분자 생물학

ferroptosis의 양성 조절제

Vdac2/3

VDAC1이 아닌 VDAC2/3의 녹다운이 Ras 돌연변이 세포에서 에라스틴 유도 페로프토시스를 억제하기 때문에 페로프토시스에 긍정적인 역할을 합니다( 그림 1c ).

VDAC2/3은 친화성 정제 분석을 통해 에라스틴의 직접적인 표적인 것으로 밝혀졌습니다.

Ras

에라스틴은 H-Ras 돌연변이 조작 세포, N-Ras 돌연변이 HT1080 세포 및 K-Ras 돌연변이 Calu-1 세포를 포함한 Ras 돌연변이 세포에서 유전자 선택적 치사율을 나타냅니다.

그러나 ferroptosis의 유도는 Ras 의존적 및 독립적인 방식으로 존재할 수 있습니다. 

Artesunate는 Ras 의존적 방식으로 췌장암 사멸을 유도하는 반면 , Ras 독립적인 방식으로 백혈병 세포 사멸을 유도합니다.

실제로, 신장 세뇨관 세포, T 세포 및 섬유아세포와 같은 몇몇 정상 Ras 정상 세포는 에라스틴에 민감하다.

일부 경우에도 횡문근육종 세포(예: RMS13 세포)에서 돌연변이 Ras의 과발현은 에라스틴 및 RLS3에 대한 페로프토시스 내성을 촉진합니다. 

TFR1

ferroptosis-저항성 세포(예: BJ 세포)와 비교하여 TFR1의 발현은 ferroptosis-민감성 세포(예: BJeLR 세포)에서 상향 조절됩니다.

트랜스페린과 글루타민은 전체 소 태아 혈청의 두 가지 중요한 구성 요소로, 아미노산 결핍 시 섬유아세포에서 ferroptosis를 유도합니다. 

NOX

NOX 단백질 계열은 생물학적 막을 가로질러 전자를 전달하여 산소를 과산화물로 환원시킵니다. 

표준 NOX 억제제 디페닐렌요오도늄과 NOX1/4 특이적 억제제 GKT137831은 Calu-1 및 HT1080 세포에서 에라스틴 유도 페로프토시스를 부분적으로 억제합니다( 그림 1c) .

오탄당 인산 경로(PPP)는 NADPH와 오탄당을 생성하는 해당과정과 병행하는 대사 경로입니다. 6-AN 의한 PPP의 약리학적 억제( 그림 1c ) 또는 두 가지 PPP 효소(포도당-6-인산 탈수소효소 및 포스포글리세르산 탈수소효소)의 녹다운은 Calu-1 세포에서 에라스틴 유발 페로프토시스를 부분적으로 방지합니다.???

p53

p53의 활성화는 특정 암세포에서 ferroptosis에 필요한 것으로 밝혀졌습니다.

이 과정은 시스템 X c - ( 그림 1a ) 의 핵심 구성 요소인 SLC7A11의 직접적인 전사 억제에 의존합니다 (나중에 논의됨). 

그러나, p53 3KR (아세틸화-결함 돌연변이)은 SLC711A 발현의 억제를 담당 하지만 ( 그림 1a ), 항증식 및 프로-아폽토시스 활성에 관여하는 다른 알려진 p53 표적 유전자(예: p21 및 BAX)는 그렇지 않습니다. 

CARS

Cysteinyl-tRNA 합성효소(CARS)는 시스틴 결핍 시 페로프토시스의 양성 조절자입니다.

CARS의 넉다운은 에라스틴에 의해 유발된 ferroptosis를 억제하는 반면, CARS의 과발현은 여러 유형의 암세포에서 에라스틴 감수성을 향상시킵니다( 그림 1c ). 

ferroptosis의 음성 조절기

GPX4

GPX4는 환원된 GSH를 산화된 글루타티온(GSSG)으로 변환하고 지질 과산화수소를 해당 알코올로 환원하거나 유리 과산화수소를 물로 환원합니다. 

GPX4의 넉다운은 철, MEK 및 ROS 의존적 방식으로 페로프토시스를 유도하는 반면, GPX4의 과발현은 RSL3에 대한 내성을 유도합니다.

에라스틴은 또한 여러 유형의 암세포에서 GPX4 분해를 일으킬 수 있으며, 이는 단백질 분해 경로가 ferroptosis에 관련되어 있음을 시사합니다.

신장에서 GPX4의 유도성 녹아웃은 급성 신부전을 유발하며, 이는 페로스타틴-1 및 네크로스타틴-1(괴사 억제제)에 의해 구제될 수 있습니다.

유도성 뉴런 특이적 GPX4 녹아웃 마우스는 부분적으로 ferroptosis의 유도로 인해 뇌에서 뉴런 손실이 있습니다.

대조적으로, 조혈 세포에서 GPX4가 결실된 마우스는 RIP3 의존성 괴사 유도로 인해 빈혈이 발생하지만 세포 사멸 및 페로프토시스는 발생하지 않는다.

이러한 결과는 세포 사멸에서 GPX4의 상황 의존적 기능을 나타냅니다.

시스템 Xc -

시스템 X c - 는 시스틴을 가져와 시스테인으로 환원되어 주요 항산화제 GSH를 합성하는 데 사용하여 산화환원 항상성을 유지하는 역할을 합니다. 

설파살라진으로 시스템 X c - 를 억제 하면 페로프토시스를 유발할 수 있는 반면, β- 머캅토에탄올에 의해 세포로 시스틴 흡수가 증가하면 HT1080 세포에서 에라스틴 유도 페로프토시스가 억제됩니다( 그림 1a) . 1 여러 ER 스트레스 마커 가 에라스틴, 설파살라진 및 소라페닙 치료 후 페로프토시스에서 관찰되었습니다.

위에서 논의한 바와 같이, p53은 SLC7A11 발현을 억제하여 시스템 X c - 활성 을 억제함으로써 특정 암 세포에서 ferroptosis의 양성 조절자입니다 .

HSPB1

HSPB1 발현은 여러 인간 암세포에서 에라스틴 처리 후 전사인자 열 충격 인자-1(HSF-1)에 의해 현저하게 유도된다.

HSPB1의 과발현은 에라스틴에 의한 페로프토시스를 억제한다.

HSPB1의 인산화는 액틴 역학과 철 흡수 조절 기능에 중요합니다. 

HSPB1 인산화는 HeLa 세포에서 에라스틴 처리 후 단백질 키나제 C(PKC)에 의해 증가되며, 이는 세포골격 매개 철 흡수 및 후속 ROS 생성을 차단하여 페로프토시스 내성을 촉진합니다( 그림 1b ).

NRF2

NRF2는 HCC 세포에서 항페롭토시스 역할을 합니다.

상향조절된 NRF2 단백질은 ferroptosis에서 항산화 단백질(예: quinone oxidoreductase 1 및 heme oxygenase-1(HO-1)) 및 철 대사 단백질(예: FTH1)을 암호화하는 유전자의 전사를 촉진합니다.

대조적으로, 에라스틴에 의한 HO-1 발현의 유도는 HT1080 및 섬유아세포에서 세포 사멸을 촉진할 수 있으며, 이는 HO-1이 ferroptosis에서 이중 역할을 한다는 것을 시사합니다. 

질병

암

신장 및 백혈병 암세포는 다른 6개 조직(폐, 결장, 중추신경계, 멜라닌 세포, 난소, 유방)의 암세포에 비해 에라스틴에 더 민감합니다.

또한 117개의 암세포를 대상으로 에라스틴의 항암 활성을 실험한 결과 Ras 돌연변이와 에라스틴 효능의 상관관계는 확인되지 않았다.

sorafenib, sulfasalazine 및 artesunate와 같은 FDA 승인 약물에 의한 ferroptosis의 유도는 암 치료에 큰 잠재력을 가지고 있습니다. 

신경독성

ferrostatin-1에 의한 ferroptosis의 억제는 쥐의 기관형 해마 슬라이스 배양 모델에서 글루타메이트 유도 신경독성으로부터 유기체를 보호합니다.

뇌실주위 백혈연화증은 일반적으로 희소돌기아교세포(OL)의 죽음을 의미합니다. 페로스타틴(예: 페로스타틴-1 및 SRS 11-92)은 시스틴 결핍으로부터 OL을 현저하게 보호합니다.

AKF

Ferrostatins (예를 들어, ferrostatin-1과 SRS 11-92)이 갓 격리 신장 세관의 급성 손상의 모델에서의 치사율을 방지하기 위해 보호 역할을했다 유사하게, 신장에서 GPX4의 유도 가능한 녹아웃은 페로프토시스를 유발하며, 이는 마우스에서 AKF에 기여합니다.

간 손상

아세트아미노펜 과다 복용은 현재 급성 간부전의 가장 흔한 원인입니다. 아세트아미노펜은 1차 간 세포에서 페로토시스를 유도하는 것으로 입증되었으며 페로스테인-1과 같은 페로토시스 억제제는 아세트아미노펜으로 인한 사망을 억제할 수 있습니다.

Ferroptosis는 또한 생쥐의 간 허혈성 손상과 관련이 있습니다. 허혈/재관류로 인한 간 손상은 페로프토시스 억제제 liproxstatin-1에 의해 마우스에서 개선될 수 있습니다.

심장 손상

화합물 968, DFO 또는 페라스타틴-1에 의한 글루타민분해 및 페로프토시스 억제는 생체외에서 허혈/재관류 유발 심장 손상을 제한합니다.